1.
冷冻管应如何解冻？ 答：取出冷冻管后， 须立即放入37 ℃水槽中快速解冻， 轻摇冷冻管使其在1 分钟内全部融化， 并注意水面不可超过冷冻管盖沿， 否则易发生污染情形。另冷冻管由液氮桶中取出解冻时， 必须注意安全， 预防冷冻管之爆裂。
2.
细胞冷冻管解冻培养时， 是否应马上去除DMSO？ 答：除少数特别注明对DMSO 敏感之细胞外， 绝大部分细胞株（包括悬浮性细胞）， 在解冻之后， 应直接放入含有10-15ml新鲜培养基之培养角瓶中， 待隔天再置换新鲜培养基以去除DMSO 即可， 如此可避免大部分解冻后细胞无法生长或贴附之问题。
3.
可否使用与原先培养条件不同之培养基？ 答：不能。每一细胞株均有其特定使用且已适应之细胞培养基， 若骤然使用和原先提供之培养条件不同之培养基， 细胞大都无法立即适应， 造成细胞无法存活。
4.
可否使用与原先培养条件不同之血清种类？ 答：不能。血清是细胞培养上一个极为重要的营养来源， 所以血清的种类和品质对于细胞的生长会产生极大的影响。来自不同物种的血清， 在一些物质或分子的量或内容物上都有所不同，血清使用错误常会造成细胞无法存活。
5.
何谓FBS, FCS, CS, HS ? 答：FBS (fetal bovine serum) 和FCS (fetal calf serum) 是相同的意思， 两者都是指胎牛血清， FCS 乃错误的使用字眼，请不要再使用。CS (calf serum) 则是指小牛血清。HS (horseserum) 则是指马血清。
6.
培养细胞时应使用5 % 或10% CO2？或根本没有影响？ 答：一般培养基中大都使用HCO3-/CO32-/H+ 作为pH 的缓冲系统， 而培养基中NaHCO3 的含量将决定细胞培养时应使用的CO2 浓度。当培养基中NaHCO3 含量为每公升3.7 g 时，细胞培养时应使用10 % CO2；当培养基中NaHCO3 为每公升1.5 g 时， 则应使用5 % CO2 培养细胞。
7.
何时须更换培养基？ 答：视细胞生长密度而定， 或遵照细胞株基本数据上之更换时间，按时更换培养基即可。
8.
培养基中是否须添加抗生素？ 答：除于特殊筛选系统中外， 一般正常培养状态下， 培养基中不应添加任何抗生素。
9.
附着性细胞继代时所使用之trypsin-EDTA 浓度？应如何处理？ 答：一般使用之 trypsin-EDTA 浓度为 0.05% trypsin-0.53mMEDTA.4 Na。DY次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中， 保存于–20 ℃，避免反复冷冻解冻造成trypsin 之活性降低， 并可减少污染之机会。
10.
悬浮性细胞应如何继代处理？ 答：一般仅需持续加入新鲜培养基于原培养角瓶中， 稀释细胞浓度即可， 若培养液太多时， 可将培养角瓶口端稍微抬高， 直到无法容纳为止。分瓶时取出一部份含细胞之培养液至另一新的培养角瓶， 加入新鲜培养基稀释至适当浓度， 重复前述步骤即可。
11.
欲将一般动物细胞离心下来，其离心速率应为多少转速？ 答：欲回收动物细胞， 其离心速率一般为300xg (约1,000rpm)，5 - 10 分钟， 过高之转速， 将造成细胞死亡。
12.
细胞之接种密度为何？ 答：依照细胞株基本数据上之接种密度或稀释分盘之比例接种即可。细胞数太少或稀释的太多亦是造成细胞无法生长之一重要原因。
13.
细胞冷冻培养基之成份为何？ 答：动物细胞冷冻保存时最常使用的冷冻培养基是含5 - 10 %DMSO (dimethyl sulfoxide) 和90 - 95 % 原来细胞生长用之新鲜培养基均匀混合之。注意：由于DMSO 稀释时会放出大量热能， 故不可将DMSO 直接加入细胞液中， 必须使用前先行配制完成。
14. DMSO 之等级和无菌过滤之方式为何？ 答：冷冻保存使用之DMSO 等级， 必须为Tissue culture grade之DMSO (如Sigma D2650)， 其本身即为无菌状况， DY次开瓶后应立即少量分装于无菌试管中， 保存于4°C， 避免反复冷冻解冻造成DMSO 之裂解而释出有害物质， 并可减少污染之机会。若要过滤DMSO， 则须使用耐DMSO 之Nylon 材质滤膜。
15.
冷冻保存细胞之方法？ 答：冷冻保存方法一: 冷冻管置于4℃ 30~60 分钟→ (-20 ℃30 分钟*) → -80 ℃16~18 小时(或隔夜) → 液氮槽vaporphase 长期储存。
答：冷冻保存方法二: 冷冻管置于已设定程序之可程序降温机中每分钟降1-3 ℃ 至–80 ℃ 以下， 再放入液氮槽vapor phase长期储存。*-20 ℃不可超过1 小时， 以防止冰晶过大，造成细胞大量死亡，亦可跳过此步骤直接放入-80℃ 冰箱中，惟存活率稍微降低一些。
16.
细胞欲冷冻保存时， 细胞冷冻管内应有多少细胞浓度？ 答：冷冻管内细胞数目一般为1x106 cells/ml vial， 融合瘤细胞则以5x106 cells/ml vial 为宜。
17.
应如何避免细胞污染？ 答：细胞污染的种类可分成细菌、酵母菌、霉菌、病毒和霉浆菌。主要的污染原因为无菌操作技术不当、操作室环境不佳、污染之血清和污染之细胞等。严格之无菌操作技术、清洁的环境、与品质良好之细胞来源和培养基配制是减低污染之方法。
18.
如果细胞发生微生物污染时，应如何处理？ 答：加入相应抗生素。直接灭菌后丢弃之。
19.
支原体(mycoplasma) 污染的细胞， 是否能以肉眼观察出异状？ 答：不能。除极有经验之专家外，大多数遭受支原体污染的细胞株，无法以其外观分辨之。
20.
支原体污染会对细胞培养有何影响？ 答：支原体污染几乎可影响所有细胞之生长参数， 代谢及研究之任一数据。故进行实验前，必须确认细胞为mycoplasma-free，实验结果之数据方有意义。
21.
CO2 培养箱之水盘如何保持清洁？ 答：定期(至少每两周一次) 以无菌蒸馏水或无菌去离子水更换之。
