普氏立克次体PCR检测试剂盒

      DNA回收效率约为90%。接近100bp或10kb的DNA段回收效率要略低一些，大于10kb的DNA回收效率迅速下降。另外如果样品中DNA含量特别低也会导致回收效率下降。本试剂盒的纯化效果参见图1
                    

产品特点
普氏立克次体PCR检测试剂盒具有以下特点：

1. 一管式操作，用于只需要提供样品即可。

2. 快速，整个检测过程（按一个样品计）所需时间仅为 2.0 小时。

3. 只需要普通 PCR 仪和凝胶电泳仪，无需配置贵重仪器设备。

4. 对混合样品中的成分的检测下限为 0.5%。

5. 对样品中的成分的核酸检测下限为 1.0ng/µL。

6. 本产品只能用于科研，足够 50 次 40uL 体系的常规 PCR。

运输及保存：低温运输，-20℃保存，有效期一年。使用本试剂盒提供的阳性对照时，由于其浓度较高，一定要注意不要污染其他试剂和成分。Z好在专门的区域操作。自备试剂 DNA 模板

普氏立克次体PCR检测试剂盒RNA的抽提

1.  取冻存已裂解的细胞，室温放置5分钟使其完全溶解。

2.  两相分离 每1 ml的TRIZOL试剂裂解的样品中加入0.2 ml的，盖紧管盖。手动剧烈振荡管体15秒后，15到30℃孵育2到3分钟。4℃下12 000 rpm离心15分钟。离心后混合液体将分为下层的红色酚相，中间层以及无色水相上层。RNA全部被分配于水相中。水相上层的体积大约是匀浆时加入的TRIZOL试剂的60%。

3.  RNA沉淀 将水相上层转移到一干净无RNA酶的离心管中。加等体积混合以沉淀其中的RNA，混匀后15到30℃孵育10分钟后，于4℃下12 000 rpm 离心10分钟。此时离心前不可见的RNA沉淀将在管底部和侧壁上形成胶状沉淀块。

4.  RNA清洗 移去上清液，每1 mlTRIZOL试剂裂解的样品中加入至少1 ml的75%乙醇（75%乙醇用DEPCH2O配制），清洗RNA沉淀。混匀后，4℃下7 000 rpm离心5分钟。 

5.  RNA干燥 小心吸去大部分乙醇溶液，使RNA沉淀在室温空气中干燥5-10分钟。 

6.  溶解RNA沉淀 溶解RNA时，先加入无RNA酶的水4 0ul用枪反复吹打几次，使其完全溶解，获得的RNA溶液保存于-80℃待用。 

产品相册

标本要求
1. 适用标本类型：发病动物血液、空肠及小肠肠内容物及组织脏器(肠道组织、肠系膜及淋巴结等)和病毒培养液。

(1) 血清：用一次性注射器取静脉血2-3ml，转至5ml 的干燥管中，密闭送检。

(2) 肠内容物：无菌条件下取肠道内容物约1g 左右，置入1ml 含有1.0ml PBS(或生理盐水)的5ml 离心管中，立即送检。

(3) 组织脏器：取发病动物肠道组织及肠系膜淋巴结等组织约1g，置一1.5ml的洁净离心管中，密闭送检。

3.应避免标本间交叉污染。

4.标本收集后可立即检测；若不能立即检测，可置于2～8℃冷藏保存；如需长期保存，标本应冻存于-80℃以下，避免反复冻融。

检测方法

1. 试剂准备（试剂准备区）

（1）从冰箱中取出试剂盒, 从试剂盒中取出实验所需试剂，充分融化混匀并瞬时离心以去除管壁附着液体。

（2）核算当次实验所需要的反应数（n），并根据如下表所示反应体系计算当次实验所需要的各种试剂量。

n =阴性对照数（1T）+阳性对照数（1T）+误差预留量（1T）+样本数

(3)在无菌离心管中加入上述试剂，充分混匀后瞬时离心。按照20 μL/管分装量将试剂分装至PCR反应管。

2.样本准备（样本处理区）用QIAGEN、Roche公司RNA提取试剂盒提取RNA，具体操作按照其试剂盒说明书操作。

3.加样

在上述制备好的PCR反应样本管中分别加入处理好的待测标本RNA各5 μl、终体积25 μl/管，盖好PCR反应盖混匀后瞬时低速离心，转移到PCR仪器 上。阴性对照和阳性对照管则各加5 μL试剂盒自带的阴性对照或阳性对照品，终体积为25 μl/管，盖好PCR反应盖混匀后瞬时低速离心，转移到PCR仪器 上。

4. PCR（PCR扩增区）

（1）取样本处理区准备好的PCR反应管，放置在实时荧光定量PCR仪样品槽相应位置，并记录放置顺序。

（2）按下表设置仪器 核酸扩增相关参数进行PCR扩增。

操作流程

注：ABI系列荧光PCR仪在设置时不选ROX校正，设置淬灭基团选择None。

适用范围【参考值】

普氏立克次体PCR检测试剂盒效性判定：

（1）阳性对照：有典型S型扩增曲线或Ct值≤35。

（2）阴性对照：Ct值＞38或无Ct值，线形为直线或轻微斜线，无指数增长期。

2.标本结果判定：

（1）阳性：标本检测结果Ct值≤35或有明显指数增长期。

（2）可疑：标本检测结果Ct值在35～38范围内。此时应对标本进行重复检测，如重复实验结果Ct值仍在35～38范围内，有明显指数增长期，则判定为阳性，否则为阴性。

（3）阴性：标本检测结果Ct值＞38或无Ct值。

测试报告【检验结果的解释】

【检验方法的局限性】

1. 当检测样本中被检核酸浓度低于本试剂盒的检出限时可能会发生假阴性的结果。

2. 被检样本在采集、运输、储存以及处理过程中操作方式不当容易造成RNA降解而产生假阴性结果。

3. 样本在采集、运输、储存以及处理过程中发生交叉污染，则容易得到假阳性结果。

该试剂盒的检出限为10²Copies/mL，产品CV值≤5%。

操作流程

1. 整个检测过程应严格按照本说明书要求分别在试剂准备区、样本处理区和PCR扩增区进行操作，各区实验服、仪器 、耗材应独立使用，不能混用；实验用吸头采用带滤芯吸头；样本处理区应配有生物安全柜，样本处理在生物安全柜中进行操作；三个区应该配有紫外线杀菌装置。

2. 为避免RNA降解，样本处理过程应在0-4℃条件下操作，且完成实验后立即上机检测；样本处理过程中使用的器具耗材应经过无核酶处理。

3. 每次实验应该设置阴、阳性对照。

4. 所有试剂在使用前应该在常温下充分融化混匀，并应瞬时离心。

5. 试剂盒内所配阴性和阳性对照在一次使用前应全部转移至标本准备区，并单独存放。

6. 为防止荧光干扰，应避免裸手直接接触PCR反应管，并应避免在PCR反应管上进行任何标记。

7. 仪器 扩增相关参数应按照本说明书相关要求进行设置；不同批号试剂不能混用。

8. ABI系列荧光定量PCR仪参数设置中不选ROX校正，淬灭基因选择None。

9. 实验过程中产品的废弃物应该进行无害化处理后方可丢弃。

使用引物列表

引物设计软件：Primer Premier 5.0，并遵循以下原则：引物与模板的序列紧密互补；引物与引物之间避免形成稳定的二聚体或发夹结构；引物不在模板的非目的位点引发DNA 聚合反应(即错配)。

电泳

各样品的目的基因和管家基因分别进行Realtime PCR反应。PCR产物与 DNA Ladder在2％琼脂糖凝胶电泳，GoldView染色，检测PCR产物是否为单一特异性扩增条带。

注意事项    

1.荧光阈值：在荧光扩增曲线指数增长长期设定一个荧光强度标准（即PCR扩增产物量标准）。荧光阈值可设定在指数扩增阶段任意位置上，但实际应用要结合扩增效率，线性回归系数等参数来综合考虑。

2.Ct值：在PCR扩增过程中，扩增产物（荧光信号）到达阈值时所经过的扩增循环次数。Ct值具有极好的重复性。  

普氏立克次体PCR检测试剂盒实时荧光定量PCR技术有效地解决了传统定量只能终点检测的局限，实现了每一轮循环均检测一次荧光信号的强度，并记录在电脑软件之中，通过对每个样品Ct值的计算，根据标准曲线获得定量结果。因此，实时荧光定量PCR无需内标是建立在两个基础之上的：

1）Ct值的重现性PCR循环在到达Ct值所在的循环数时，刚刚进入真正的指数扩增期（对数期），此时微小误差尚未放大，因此Ct值的重现性极好，即同一模板不同时间扩增或同一时间不同管内扩增，得到的Ct值是恒定的。

2）Ct值与起始模板的线性关系由于Ct值与起始模板的对数存在线性关系，可利用标准曲线对未知样品进行定量测定，因此，实时荧光定量PCR是一种采用外标准曲线定量的方法。外标准曲线的定量方法相比内标法是一种准确的、值得信赖的科学方法。利用外标准曲线的实时荧光定量PCR是迄今为止定量Z准确，重现性Z好的定量方法，已得到全世界的公认，广泛用于基因表达研究、转基因研究，药物LX考核、病原体检测等诸多领域。
注意事项

使用前需确保整管试剂完全融化，上下颠倒轻轻混匀后使用。混匀过程中尽量避免产生气泡。

      注意引物退火温度，当退火温度<60℃时，推荐使用三步法PCR扩增。

      本产品中含有SYBR Green I荧光染料，保存本产品或设置PCR反应时应避免强光照射，以尽量避免荧光淬灭问题。

      对于超过350bp或者高GC含量的扩增片段，建议增加延伸时间至60秒或者采用三步法以提高扩增效率。

      经测试，本产品反复冻融10次对使用效果无显著影响。但仍需尽量避免反复冻融本产品，反复冻融可能使产品性能下降。

      qPCR检测是超高灵敏度的检测，PCR反应设置区域需尽量避免各种可能的待扩增产物的污染。PCR产物宜密封后丢弃，以避免超高浓度的PCR产物污染实验环境。